Vpliv cepljenja kokoši na razvoj in dolgotrajnost imunosti 2. del

4. Razprava

V tej študiji smo dokazali, da so bile kokoši, ki so jim serijsko dajana živa oslabljena cepiva proti IBV, NDV in ILTV, vsaj 36 tednov zaščitene pred homolognim izzivom z IBV, NDV ali ILTV, kot je bilo ugotovljeno z odkrivanjem virusa izziva, kliničnimi znaki, histopatologijo in kriostazo 5 dni po izzivu.

Poleg tega je naša študija pokazala, da starost ob cepljenju in intervali med posameznimi cepljenji niso vplivali na razvoj imunosti na vsak virus in posledično na zaščito pred homolognimi izzivi. Naš protokol cepljenja smo oblikovali tako, da predstavlja tipičen program cepljenja za IBV, NDV in ILTV pri komercialnih kokoših. Ker vemo, da lahko virusi živega cepiva vztrajajo v jatah, do zdaj ni bilo jasno, ali bi lahko bila imunost, ki jo povzročijo živa cepiva, ogrožena zaradi interference virusov, pojava, pri katerem en virus, ki se razmnožuje, blokira okužbo in/ali razmnoževanje drugega virus [9,10].

Čeprav so bila cepiva v tej študiji dajana v presledkih 2 ali 4 tednov, je možno, da je bil virus iz prejšnje imunizacije še vedno prisoten v času naslednjega cepljenja. Cepiva proti IBV so odkrili v dihalnih poteh do 28 dni po cepljenju [27], IBV pa je bil izoliran iz sapničnih in kloakalnih brisov, odvzetih na mestu nesnosti in starosti 19 tednov pri kokoših, ki so bile več virusno negativne. tednov po okrevanju po inokulaciji pri starosti enega dne [4]. Fentie, et al. [28] so poročali, da so piščanci, cepljeni z NDV B1, izločali virus cepiva 14 dni po inokulaciji. Poleg tega je študija Hughesa et al. [29] so med 7 in 14 tedni po cepljenju pokazali intermitentno izločanje v sapniku piščancev, imuniziranih z ILTV.

[Sajenje Cistanche za izboljšanje imunosti. Študije so pokazale, da imajo polisaharidi, flavonoidi in druge snovi v cistanči tudi določene antioksidativne učinke, ki lahko pomagajo telesu pri izločanju prostih radikalov in zmanjšanju oksidacijskih reakcij. Prosti radikali so močni oksidanti, ki lahko poškodujejo DNK, beljakovine in lipide celic, povzročijo celično smrt ali mutacijo ter celo nastanek tumorjev. Antioksidativni učinek Cistanche lahko učinkovito zmanjša ta tveganja in s tem spodbuja odpornost telesa.]

Kliknite dodatek cistanche deserticola

Objavljenih je bilo nekaj eksperimentalnih študij zaporednih virusnih okužb, manj pa jih je bilo obravnavanih v kontekstu virusnih respiratornih patogenov pri perutnini. Costa-Hurtado, et al. [30] so pokazali, da so piščanci in purani, serijsko okuženi z mezogenim sevom NDV in visoko patogenim virusom aviarne influence (HPAIV) v razmaku 3 dni, povzročili začetno zmanjšanje, ki mu je sledilo kasnejše povečanje replikacije drugega virusa. V naslednji študiji [11] je ista skupina ugotovila, da je nizko patogeni virus aviarne influence, dan 3 dni po lentogenem sevu NDV, res pokazal virusno interferenco, medtem ko virusne interference niso opazili, ko so bili virusi dani sočasno. V tej študiji nismo merili replikacije virusa cepiva in zato nismo mogli ugotoviti, ali je en virus cepiva ogrozil okužbo in replikacijo naslednjega virusa cepiva.

Vendar je bil naš cilj ugotoviti, ali so bili piščanci, zaporedno cepljeni z vsemi tremi virusi, zaščiteni pred replikacijo virusa in kliničnimi znaki po homolognem izzivu. Tako ne glede na virusno interferenco naši podatki kažejo, da imunost na posamezne viruse cepiva ni bila ogrožena po zaporednem dajanju več živih oslabljenih cepiv, ki ciljajo na različne virusne patogene respiratornega trakta.

Odkrivanje IBV RNA v slepih tonzilah cepljenih/neizzvanih ptic pri 20 in 24 WOA, vendar ne v naslednjih časih, kaže, da je preostala RNA virusa cepiva ostala v slepih tonzilah vsaj do 24 WOA, po drugem cepljenju proti IBV. IBV je bil izoliran iz slepih tonzil 14 tednov po okužbi in je znano, da vztraja več mesecev v različnih notranjih organih [4, 31]. IBV RNA je bila odkrita tudi v neizzvani negativni kontroli HG pri 24 WOA, vendar je ni bilo v vseh drugih tkivih, zbranih iz negativnih kontrol, ki niso kazala kliničnih znakov okužbe z IBV. Ni jasno, zakaj smo odkrili IBV RNA v vzorcih HG pri pticah negativne kontrole, vendar verjetno predstavlja navzkrižno kontaminacijo med obdelavo vzorcev, saj IBV ni bil odkrit v nobenem drugem tkivu.

Histopatološke lezije deciliacije sapnika pri pozitivnih kontrolah so bile skladne s prejšnjimi poročili o histopatologiji, povzročeni z IBV [32,33], dodatno pa jih je potrdila prisotnost kriostaze med pozitivnimi kontrolami. Kot je bilo pričakovano, so bile z IBV cepljene/izzvane ptice zaščitene pred kriostazo. Evropska farmakopeja navaja, da se kriostaza lahko uporablja za oceno učinkovitosti cepiva proti IBV, pri čemer bi pomanjkanje kriostaze pomenilo, da je bilo cepivo učinkovito [34]. Zato ta opažanja dodatno potrjujejo, da so bile ptice, cepljene z IBV, zaščitene pred homolognimi izzivi.

Opazovanje močnih za IBV specifičnih serumskih titrov IgG pri cepljenih pticah je skladno s prejšnjimi študijami, ki kažejo, da okužba z IBV stimulira humoralni odziv pri piščancih [35], vendar titri protiteles v obtoku niso povezani z odpornostjo proti okužbi [36]. Zato prisotnost serumskih titrov IgG, specifičnih za IBV, kaže samo na to, da je bila ptica izpostavljena cepivu ali izzivalnemu virusu, in je ne bi smeli povezovati z drugimi zaščitnimi ukrepi. Pomanjkanje pomembnih titrov pri necepljenih/izzvanih pticah je mogoče pojasniti z zgodnjim časom zbiranja po izzivu. Orr-Burks, et al. [37] so ugotovili, da pomembne spremembe v serumskem titru IgG niso bile odkrite do 10 dni po inokulaciji.

Orr-Burks, et al. [37] so prav tako pokazali pomanjkanje pomena v titru IgA, specifičnem za IBV, v solzah 5 dni po primarni in sekundarni izpostavljenosti IBV, vendar je bil titer IgA bistveno višji med 6 in 16 dnevi po primarni izpostavljenosti IBV. V tej študiji titri IgA, specifični za IBV, izmerjeni v solzah pri 5 dpc, niso razkrili doslednih trendov in jih je mogoče pojasniti z zgodnjim časom zbiranja po okužbi. Zbiranje vzorcev po 5 dpc je presegalo obseg te študije, vendar je bila proizvodnja za IBV specifičnega IgA v solzah v kasnejših časovnih točkah dokazana v drugem poskusu, v katerem so bile solze zbrane med 10 in 14 dpc. V tem poskusu so naivni piščanci, okuženi z IBV, pokazali višji trend specifičnega titra IgA v primerjavi s kontrolami, ki niso bile okužene [38].

Odločitev o uporabi cepiva B1 za izziv NDV je temeljila na predpisih o biološki varnosti in pomanjkanju ustreznih zmogljivosti stopnje 3 biološke varnosti, potrebnih za izziv z mezogenimi ali velogenimi sevi NDV. Ker smo v našem eksperimentalnem načrtu uporabili lentogeni sev NDV kot izzivalni virus, je zaščita temeljila predvsem na znatno zmanjšanem odkrivanju virusa ali brez njega 5 dni po izzivu, kar je merilo lokalne imunosti, ki preprečuje okužbo z virusom in/ali razmnoževanje. Verjetno bi ptica, zaščitena pred okužbo z lentogenim sevom NDV, prav tako pokazala določeno raven zaščite pred izpostavljenostjo mezogenim ali velogenim sevom. V primerjavi s pozitivnimi kontrolnimi skupinami so imele cepljene ptice ob vsakem času vzorčenja znatno nižjo ali nič izzivalne RNK virusa, kar kaže, da so cepljene ptice razvile lokalni imunski odziv in so bile res zaščitene, medtem ko necepljene pozitivne kontrole niso. Ker lentogeni NDV povzroča le blago respiratorno ali črevesno okužbo [3], ni presenetljivo, da so bili respiratorni znaki in histološke spremembe blagi ali pa jih ni bilo kljub prisotnosti virusne RNA. Klinične znake okužbe z NDV smo opazili le pri 20 WOA pri pozitivnih kontrolah, medtem ko je le nekaj ptic kazalo blage klinične znake pri 24 in 28 WOA, pri kasnejših izzivih pa niso opazili kliničnih znakov bolezni. To opažanje je skladno z obstoječim znanjem, da je ND ponavadi hujša pri mlajših pticah [39].

Pomanjkanje kriostaze, opaženo pri pozitivnih kontrolah, okuženih z NDV B1-, je v nasprotju s prejšnjimi poročili, ki dokazujejo, da je NDV povzročil kriostazo v trahealnih eksplantatih. Butler, et al. [40] so dokazali, da je NDV povzročil ciliostazo v 2 do 6 dneh po okužbi trahealnih eksplantatov, in Malo, et al. [41] so poročali, da se je po cepljenju enodnevnih piščancev z lentogenim NDV vrh kriostaze pojavil pri 5 in 7 dpi in se je zmanjšal za 13 dpi. Neskladje med našimi rezultati in prejšnjimi študijami je mogoče pojasniti z uporabo drugačnega lentogenega seva NDV; B1 v naših študijah in LaSota v prejšnjih poročilih [41]. Dobro ugotovljeno je, da je sev cepiva LaSota bolj virulenten kot B1 [42], kar lahko pojasni ikonostas, opažen pri piščancih, cepljenih z LaSota, ali z LaSota okuženih sapničnih eksplantatih, medtem ko ikonostasa v naši študiji z uporabo cepiva B1 nismo opazili.

Po cepljenju proti NDV so se razvili močni odzivi krožečih protiteles IgG, specifični za NDV, ki so ostali povišani, kar je bilo skladno s predhodnimi raziskavami, ki so pokazale, da je protitelesa mogoče odkriti do enega leta pri pticah, večkrat imuniziranih proti NDV [39]. Razen za 28 WOA titri IgG pri necepljenih/izzvanih pticah niso bili bistveno povečani v primerjavi s titri pri negativnih kontrolah. To opažanje ni presenetljivo glede na to, da protitelesa, specifična za NDV, v serumu niso odkrita do 6–10 dni po izpostavitvi [39].

Pri pticah, okuženih z ILTV, je cepljenje preprečilo replikacijo izzivalnega virusa v sapniku in HG, vendar ni popolnoma blokiralo replikacije virusa v veznici, zlasti pri 32 in 36 WOA. To lahko kaže na zmanjšanje lokalne imunosti proti ILTV po drugem cepljenju pri 16 WOA. Poleg tega lahko bližina veznice mestu inokulacije (očesna kapljica in intranazalno) pojasni, zakaj lokalni imunski odziv ni mogel popolnoma blokirati replikacije virusa v veznici, ampak je uspešno očistil virus, preden se je lahko razmnožil v HG in sapniku.

Zelo malo pozitivnih kontrol (necepljenih/izzvanih) je pokazalo histološke znake okužbe z ILT v sapniku, čeprav so bile vse pozitivne kontrole pozitivne na DNA ILT s PCR. Ta ugotovitev ni presenetljiva glede na poročilo Guya et al. [43], kar je pokazalo, da je histološka detekcija ILT zelo specifična (98 odstotkov), a slabo občutljiva (42 odstotkov). Predvsem so intranuklearna inkluzijska telesca prisotna le med začetno okužbo (1–5 dni) in izginejo po nekrozi in luščenju epitelijskih celic [44], kar lahko pojasni opažanje, da pri 5 dpc samo 3/9 in 1/10 pozitivnih kontrol pri 20 oziroma 28 WOA sta imela histološke znake okužbe z ILT kljub prisotnosti DNK ILT v sapniku.

Odsotnost kriostaze, opažene pri cepljenih in necepljenih pticah, okuženih z ILTV, pri 5 dpc ni bila presenetljiva glede na to, da Butler et al. [40] so ugotovili, da so samo nekateri sevi ILTV povzročili kriostazo in niso bili v korelaciji z virulenco. Poleg tega so avtorji pokazali, da se je kriostaza redko pojavila pred 6 dnevi, včasih pa celo 9 dni po inokulaciji. Poleg tega sta Gerganov in Surtmadzhiev [45] pokazala tudi kriostazo v kulturah sapničnih organov, okuženih z ILTV, 7–8 dni po okužbi. Zato naši rezultati v kombinaciji s prejšnjimi študijami kažejo, da merjenje ikonostasa morda ni zanesljiv pokazatelj zaščite pred okužbo z ILTV in da bo kriostazo v študijah okužbe z ILTV morda treba oceniti kasneje po inokulaciji.

Pomanjkanje pomembnih za ILTV specifičnih serumskih titrov IgG pri necepljenih pozitivnih kontrolah je mogoče pojasniti z zgodnjim časom odvzema po izzivu, saj protitelesa, specifična za ILTV, ne postanejo zaznavna šele pri 5–7 dpi in dosežejo vrh pri 21 dpi [46]. ]. Vendar je treba omeniti, da titri protiteles niso povezani z zaščito pred okužbo z ILTV [44]. Titri IgG so bili pri cepljenih pticah ves čas študije močni in podpirajo prejšnje podatke, da je protitelesa mogoče zaznati vsaj eno leto [44].

Naši podatki skupaj kažejo, da tipičen program cepljenja kokoši, ki ga sestavljajo serijsko dajana živa oslabljena cepiva proti IBV, NDV in ILTV, ne moti imunskih odzivov na posamezna cepiva in da so ptice ustrezno zaščitene pred homolognim izzivom vsaj do 36. WOA. Te informacije so pomembne, ker kažejo, da so lahko zaporedno dajana živa oslabljena cepiva proti več respiratornim patogenom učinkovita strategija cepljenja za razvoj zaščitne imunosti proti vsakemu povzročitelju bolezni pri dolgoživih pticah.

Avtorski prispevki:

Konceptualizacija, MWJ; Metodologija, EJA, BJJ, SWM, MG in MWJ; Formalna analiza, EJA, BJJ, SWM in MG; Preiskava, EJA, BJJ, SWM, MG in MWJ; Viri, BJJ in MWJ; Urejanje podatkov, EJA, BJJ, SWM, MG in MWJ; Pisanje izvirnega osnutka, EJA in MWJ; Pisanje-pregled in urejanje, BJJ, SWM, MG in MWJ; Supervizija, BJJ in MWJ; Projektna administracija, EJA; Pridobitev sredstev, MWJ

Financiranje:

To delo so financirali USDA, NIFA in koordinirani kmetijski projekt za bolezni dihal pri perutnini.

Nasprotja interesov:

Avtorji izjavljajo, da ni navzkrižja interesov.

Reference

1. Bermudez, AJ; Stewart-Brown, B. Preprečevanje in diagnoza bolezni. V Bolezni perutnine, 12. izd.; Saif, YM, ur.; Blackwell Publishing: Ames, IA, ZDA, 2008; strani 5–42.

2. De Wit, JJ; Kuhar, JKA; Van der Heijden, HMJF Različice virusa infekcijskega bronhitisa: pregled zgodovine, trenutnega stanja in nadzornih ukrepov. ptičji Pathol. 2011, 40, 223–235. [CrossRef] [PubMed]

3. Mayers, J.; Mansfield, KL; Brown, IH Vloga cepljenja pri zmanjševanju tveganja in nadzoru atipične kokošje kuge pri perutnini. Vaccine 2017, 35, 5974–5980. [CrossRef] [PubMed]

4. Cavanagh, D.; Gelb, J., Jr. Infekcijski bronhitis. V Bolezni perutnine, 12. izd.; Saif, YM, ur.; Blackwell Publishing: Ames, IA, ZDA, 2008; strani 117–136.

5. Amarasinghe, GK; Bào, Y.; Basler, CF; Bavari, S.; Beer, M.; Bejerman, N.; Blasdell, KR; Bochnowski, A.; Briese, T.; Bukrejev, A.; et al. Taksonomija reda Mononegavirales: posodobitev 2017. Arch. Virol. 2017, 162, 2493–2504. [CrossRef] [PubMed]

6. Hanson, RP; Brandly, CA Identifikacija sevov cepiva virusa atipične kokošje kuge. Znanost 1955, 122, 156–157. [PubMed]

7. Dimitrov, KM; Afonso, CL; Miller, PJ; Yu, Q. Cepiva proti atipični kokošji kugi – A so rešila problem ali stalen izziv? vet. Microbiol. 2017, 206, 126–136. [CrossRef] [PubMed]

8. Garcia, M. Sedanja in prihodnja cepiva ter strategije cepljenja proti infekcioznemu laringotraheitisu (ILT) respiratorni bolezni perutnine. vet. Microbiol. 2017, 206, 157–162. [CrossRef] [PubMed]

9. DaPalma, T.; Doonan, BP; Trager, NM; Kasman, LM Pregled: Sistematični pristop k interakcijam virus-virus. Virus Res. 2010, 149, 1–9. [CrossRef]

10. Pinky, L.; Dobrovolny, HM Sočasne okužbe dihalnih poti: Virusna konkurenca za vire. PLoS ONE 2016, 11, e0155589. [CrossRef]

11. Costa-Hurtado, M.; Afonso, CL; Miller, PJ; Spackman, E.; Kapczynski, DR; Swayne, DE; Shepherd, E.; Smith, D.; Žak, A.; Pantin-Jackwood, M. Interferenca virusa med nizko patogenim virusom aviarne influence H7N2 in lentogenim virusom atipične kokošje kuge pri eksperimentalnih sočasnih okužbah pri piščancih in puranih. vet. Res. 2014, 45, 1. [CrossRef]

12. Villegas, P. Titracija cepiva proti virusu atipične kokošje kuge. Pri virusnih boleznih ptic: Laboratorijski priročnik; College of Veterinary Medicine, University of Georgia: Atene, GA, ZDA, 2004; str. 62.

13. Vagnozzi, A.; Riblet, SM; Williams, SM; Garcia, M.; Zavala, G. Okužba brojlerjev z dvema virulentnima sevoma virusa infekcioznega laringotraheitisa: Merila za vrednotenje eksperimentalnih okužb. Avian Dis. 2015, 59, 394–399. [CrossRef]

14. Rodríguez-Avila, A.; Oldoni, I.; Riblet, S.; Garcia, M. Ocena zaščite, ki jo povzroči neposredna in posredna izpostavljenost živim oslabljenim cepivom proti infekcioznemu virusu laringotraheitisa proti nedavnemu izzivalnemu sevu iz Združenih držav. ptičji Pathol. JWVP2008, 37, 287–292. [CrossRef] [PubMed]

15. Toro, H.; Pennington, D.; Gallardo, RA; van Santen, VL; van Ginkel, FW; Zhang, J.; Joiner, KS Subpopulacije virusa infekcijskega bronhitisa pri cepljenih piščancih po izzivu. Avian Dis. 2012, 56, 501–508. [CrossRef] [PubMed]

16. Oldoni, I.; Rodriguez-Avila, A.; Riblet, SM; Zavala, G.; Garcia, M. Patogenost in značilnosti rasti izbranih sevov virusa infekcijskega laringotraheitisa iz Združenih držav. ptičji Pathol. 2009, 38, 47–53. [CrossRef] [PubMed]

17. Kuhar, JKA; Orbell, SJ; Woods, MA; Huggins, MB Široka zaščita dihalnih poti, ki jo zagotavljajo različna živa oslabljena cepiva proti infekcijskemu bronhitisu pred okužbo z virusi infekcijskega bronhitisa heterolognih serotipov. ptičji Pathol. 1999, 28, 477–485. [CrossRef] [PubMed]

18. De Wit, JJ; Boelm, GJ; van Gerwe, TJ; Swart, WA Zahtevana velikost vzorca v poskusih izzivov cepljenja z virusom infekcijskega bronhitisa, meta-analiza. ptičji Pathol. 2013, 42, 9–16. [CrossRef] [PubMed]

19. Jackwood, MW; Jordan, BJ; Roh, H.-J.; Hilt, DA; Williams, SM Ocenjevanje zaščite pred virusom infekcijskega bronhitisa s kliničnimi znaki, kriostazo, odkrivanjem izzivalnega virusa in histopatologijo. Avian Dis. 2015, 59, 368–374. [CrossRef] [PubMed]

20. Guy, JS; Barnes, HJ; Morgan, LM Virulenca virusov infekcioznega laringotraheitisa: Primerjava virusov modificiranega živega cepiva in izolatov na terenu v Severni Karolini. Avian Dis. 1990, 34, 106–113. [CrossRef]

21. Callison, SA; Hilt, DA; Boynton, TO; Vzorec, BF; Robison, R.; Swayne, DE; Jackwood, MW Razvoj in ocena testa Taqman RT-PCR v realnem času za odkrivanje virusa infekcijskega bronhitisa pri okuženih piščancih. J. Virol. Metode 2006, 138, 60–65. [CrossRef]

22. Mia Kim, L.; Suarez, DL; Afonso, CL Odkrivanje širokega nabora virusov atipične kokošje kuge razreda I in II z uporabo testa verižne reakcije s polimerazo v realnem času z večkratno reverzno transkripcijo. J. Vet. Diagn. Raziskati. Izključeno. Publ. Am. Izr. vet. Lab. Diagn. Inc. 2008, 20, 414–425. [CrossRef]

23. Roh, HJ; Hilt, DA; Jackwood, MW Odkrivanje virusa infekcijskega bronhitisa z uporabo kvantitativne reverzne transkriptaze-PCR v realnem času in korelacija z odkrivanjem virusa v embrioniranih jajcih. Avian Dis. 2014, 58, 398–403. [CrossRef]

24. Vagnozzi, A.; García, M.; Riblet, SM; Zavala, G. Zaščita, povzročena samo s cepivi proti virusu infekcijskega laringotraheitisa in v kombinaciji z virusom atipične kokošje kuge in/ali cepivi proti virusu infekcijskega bronhitisa. Avian Dis. 2010, 54, 1210–1219. [CrossRef] [PubMed]

25. Vagnozzi, A.; Riblet, SM; Zavala, G.; García, M. Optimizacija dupleksne metode PCR v realnem času za relativno kvantifikacijo virusa infekcioznega laringotraheitisa. Avian Dis. 2012, 56, 406–410. [CrossRef] [PubMed]

26. Callison, SA; Riblet, SM; Oldoni, I.; Sonce, S.; Zavala, G.; Williams, S.; Vstajenje, RS; Spackman, E.; Garcia, M. Razvoj in validacija testa Taqman PCR v realnem času za odkrivanje in kvantitativno določanje virusa infekcioznega laringotraheitisa pri perutnini. J. Virol. Metode 2007, 139, 31–38. [CrossRef] [PubMed]

27. Roh, H.-J.; Hilt, DA; Williams, SM; Jackwood, MW Ocena neuspešnega cepiva proti virusu infekcijskega bronhitisa tipa Arkansas pri komercialnih brojlerjih. Avian Dis. 2013, 57, 248–259. [CrossRef] [PubMed]

28. Fentie, T.; Dadi, K.; Kassa, T.; Sahle, M.; Cattoli, G. Vpliv cepljenja na značilnosti prenosa visoko virulentnega virusa atipične kokošje kuge pri eksperimentalno okuženih piščancih. ptičji Pathol. JWVP2014, 43, 420–426. [CrossRef] [PubMed]

29. Hughes, CS; Williams, RA; Gaskell, RM; Jordanija, FT; Bradbury, JM; Bennett, M.; Jones, RC Latenca in reaktivacija virusa cepiva proti infekcioznemu laringotraheitisu. Arh. Virol. 1991, 121, 213–218. [CrossRef] [PubMed]

30. Costa-Hurtado, M.; Afonso, CL; Miller, PJ; Shepherd, E.; DeJesus, E.; Smith, D.; Pantin-Jackwood, MJ Vpliv okužbe z mezogenim sevom virusa atipične kokošje kuge na okužbo z visoko patogenim virusom aviarne influence pri piščancih. Avian Dis. 2016, 60 (Dodatek 1), 269–278. [CrossRef]

31. Aleksander, DJ; Gough, RE Izolacija virusa aviarnega infekcioznega bronhitisa iz poskusno okuženih piščancev. Res. vet. Sci. 1977, 23, 344–347. [CrossRef]

32. Chousalkar, KK; Roberts, JR; Reece, R. Histopatologija dveh serotipov virusa infekcioznega bronhitisa pri kokoših nesnicah, cepljenih v fazi reje. Perutnina. Sci. 2007, 86, 59–62. [CrossRef]

33. Chousalkar, KK; Roberts, JR; Reece, R. Primerjalna histopatologija dveh serotipov virusa infekcijskega bronhitisa (T in N1/88) pri kokoših nesnicah in petelinih. Perutnina. Sci. 2007, 86, 50–58. [CrossRef]

34. Pharmeuropa.

35. Raj, GD; Jones, RC Virus infekcijskega bronhitisa: imunopatogeneza okužbe pri piščancih. ptičji Pathol. 1997, 26, 677–706. [CrossRef] [PubMed]

36. Raggi, LG; Lee, GG Pomanjkanje korelacije med infektivnostjo, serološkim odzivom in izzivom ima za posledico imunizacijo s cepivom proti virusu ptičjega infektivnega bronhitisa. J. Immunol. 1965, 94, 538–543. [PubMed]

37. Orr-Burks, N.; Gulley, SL; Gallardo, RA; Toro, H.; van Ginkel, FW Imunoglobulin A kot zgodnji humoralni odzivnik po cepljenju sluznice ptičjega koronavirusa. Avian Dis. 2014, 58, 279–286. [CrossRef] [PubMed]

38. Aston, EJ; Jackwood, MW; Gogal, RM, Jr.; Hurley, DJ; Fairchild, BD; Hilt, DA; Cheng, S.; Tensa, LR; Garcia, M.; Jordan, BJ Amoniak v okolju ne zavira imunskega odziva na cepljenje proti virusu infekcioznega bronhitisa in zaščite pred homolognim izzivom pri pitovnih piščancih. vet. Immunol. Imunopatol. 2018, v pregledu.

39. Aleksander, DJ; Senne, DA atipična kokošja kuga, drugi ptičji paramiksovirusi in okužbe s pnevmovirusi. Pri boleznih perutnine; Saif, YM, ur.; Blackwell Publishing: Ames, IA, ZDA, 2008; strani 75–115.

40. Butler, M.; Ellaway, WJ; Hall, T. Primerjalne študije o infektivnosti ptičjih respiratornih virusov za jajca, celične kulture in trahealne eksplantate. J. Comp. Pathol. 1972, 82, 327–332. [CrossRef]

42. Malo, A.; de Wit, S.; Swart, WAJM Alternativne metode za primerjavo varnosti živih oslabljenih respiratornih cepiv proti atipični kokošji kugi pri mladih piščancih. vet. Rec. 2017, 181, 236–242. [CrossRef] [PubMed]

42. Martinez, JCS; Chou, WK; Berghman, LR; Carey, JB Ocena učinka živega cepiva proti virusu atipične kokošje kuge LaSota kot primarne imunizacije na razvoj imunosti pri brojlerjih. Perutnina. Sci. 2018, 97, 455–462. [CrossRef] [PubMed]

43. Guy, JS; Barnes, HJ; Smith, LG Hitra diagnoza infekcijskega laringotraheitisa s postopkom imunoperoksidaze na osnovi monoklonskih protiteles. ptičji Pathol. 1992, 21, 77–86. [CrossRef] [PubMed]

44. Guy, JS; Garcia, M. Laringotraheitis. Pri boleznih perutnine; Saif, YM, ur.; Blackwell Publishing: Ames, IA, ZDA, 2008; strani 137–152.

46. ​​Gerganov, G.; Surtmadzhiev, K. Gojenje različnih ptičjih virusov v kulturah organa sapnika fazana in piščančjih zarodkih. vet. Medicinski Nauk. 1982, 19, 18–24.

46. ​​Hitchner, SB; Shea, CA; White, PG Študije o serumsko nevtralizacijskem testu za diagnozo laringotraheitisa pri piščancih. Avian Dis. 1958, 2, 258–269. [CrossRef]

© 2019 avtorji. Imetnik licence MDPI, Basel, Švica. Ta članek je članek z odprtim dostopom, ki se distribuira pod pogoji in določili licence Creative Commons Attribution (CC BY).

Emily J. Aston 1, Brian J. Jordan 1,2, Susan M. Williams 1, Maricarmen García 1 in Mark W. Jackwood 1,*

1 Diagnostični in raziskovalni center za perutnino, Oddelek za zdravje prebivalstva, Fakulteta za veterinarsko medicino, Univerza Georgia, Atene, GA 30602, ZDA; ejaston@ucdavis.edu (EJA); brian89@uga.edu (BJJ); smwillia@uga.edu (SMW); mcgarcia@uga.edu (MG) 2 Oddelek za perutninarstvo, Fakulteta za kmetijske in okoljske vede, Univerza Georgia, Atene, GA 30602, ZDA.

Prejeto: 9. januar 2019; Sprejeto: 30. januar 2019; Objavljeno: 2. februar 2019

For more information:1950477648nn@gmail.com